The Effect of Resistance Training With Electrical Muscle Stimulation on Atrogin-1 and Muscle Ring Finger-1 in Elite Male Athletes After Anterior Cruciate Ligament Surgery

Introduction
Anterior cruciate ligament (ACL) injury is one of the most common sports injuries in athletes and is accompanied by several immediate and long-term consequences, such as weakness and atrophy of the quadriceps. Numerous factors contribute to the reduction of muscle mass during sports injuries and muscle diseases, including oxidative and inflammatory damages, as well as muscle weakness caused by increased protein catabolism. Increased protein catabolism is associated with the specific activity of ubiquitin E3 ligases, which targets proteins for proteasome-induced proteolysis. Muscle-specific ubiquitin ligases MuRF1 and atrogin-1 (MAFbx) are well-known molecular markers for muscle atrophy that increase significantly in peripheral skeletal muscles under various conditions of decreased muscle mass. To increase muscle mass and strength, high-intensity resistance training at an intensity of approximately 70-85% 1RM is usually recommended. However, there are limitations to training at this high intensity following reconstruction surgery and rehabilitation of ACL. Electrical muscle stimulation (EMS) eliminates the inhibitory effects on contraction by creating action potential in motor nerves of the muscle and helps to improve muscle weakness and function. Therefore, when exercise training is not possible due to limited mobility, EMS may be a useful method during the rehabilitation period.
Although some studies have shown the effect of EMS and resistance training on the expression of atrophy-related genes in healthy individuals, the cell pathways associated with atrophy following resistance training. EMS and resistance training in athletes with ACL reconstruction have not been studied and compared. Therefore, the aim of this study was to investigate and compare the effect of 12 weeks of resistance training and EMS- resistance training on serum levels of Atrogin-1 and MuRF1 in elite athletes following ACL reconstruction surgery.
Materials and Methods
Twenty elite athletes (35-38 years) in the fields of volleyball, football, futsal, and basketball with a history of ACL reconstruction surgery from Razavi Khorasan province were selected by targeted non-random sampling and entered the research voluntarily and with written consent. The inclusion criteria were: 1) passing three months from their surgery and undergoing similar physiotherapy treatments during this period; 2) only an ACL ligament rupture and other ligaments and parts of the knee should be intact; 3) no previous injury in the lower extremities; 4) and no history of musculoskeletal and cardiorespiratory diseases. The subjects were divided into two groups of resistance training (RT) and resistance training- EMS (RT-EMS) (ten cases each). Before the training protocol, 10RM of each subject was determined, pre-test blood sampling was taken, and pre-test anthropometric indices were measured. Post-test measurements were done 48 hours after the last training session. Subjects in both groups of RT and RT-EMS performed two to four sets of resistance exercises at an intensity of 30 to 70 percent of 10RM, including back-to-wall squats, stretching in four directions, Smith machine squat, Squat Hog machine, sitting and standing on a chair, step-up, lunge, adduction inner thigh machine, abduction inner thigh machine, Smith machine seated calf raise, leg extension, leg flexion, leg extension, and leg flexion with the repetitive device. 
In the RT-EMS group, one electrode (anode) was placed 5-7 cm distal to the origin of the quadriceps muscle and the other electrode (cathode) was placed on the femoral nerve in the groin area to stimulate contraction by a 200-Hz Myodine electric stimulator (United Kingdom). The contraction time was 5 seconds and the rest time was 5 seconds for 30 minutes. Electrical excitation of 35-70 Hz was simultaneously applied with performing resistance exercise training sets. Each training session consisted of warm-up at the start (including stationary and elliptical bikes, and stretching exercises) and cool-down (including bicycles and stretching exercises) at the end. In two phases of pre-test and post-test, 5 CC of blood samples were collected from the brachial vein at rest and fasting conditions. Serum levels of atrogin-1 were assessed by human ELISA kits (Cusabio, China, Cat.No: CSB-EL008498HU). Furthermore, serum MuRF1 levels were measured by human ELIS kits (Estabiopharm, China, CK-E91770). The Shapiro–Wilk test was used to verify the data normality, and the Leven test was used to verify the homogeneity of variance. Analysis of covariance (ANCOVA) was applied to compare the changes in the dependent variables between the two groups. A paired t-test was used to assess the significance of the changes of the dependent variables in the post-test compared to the pre-test. In all cases, the criterion for statistical significance was set at P<0.05.
Results
According to ANCOVA, there were significant differences between groups of RT and RT-EMS in serum levels of atrogin-1 (P=0.047, F=3.585). However, no significant differences were reported for MuRF1 levels (P≥0.05, F=1.159). Moreover, serum levels of atrogin-1 (P=0.013) and MuRF1 (P=0.008) decreased significantly in the RT-EMS group in the post-test compared to the pre-test. However, there were no significant changes in atrogin-1 and MuRF1 in the RT group (P≥0.05).
Discussion
Post-injury muscle atrophy can be due to immobility and changes in the genes related to protein breakdowns, such as atrogin-1 and MuRF1. The finding of this study showed that serum levels of atrogin-1 and MuRF1 decreased significantly in the RT-EMS group. Transcription factors appear to play an important role in this field through changes in inflammatory factors, like tumor necrosis factor-alpha (TNF-α). TNF-α can increase protein catabolism through up-regulation of atrogin-1 and MuRF1 expression. Therefore, exercise training as an anti-inflammatory modality can decrease protein catabolism by reduction of TNF-α levels and subsequent down-regulation of atrogin-1 and MuRF1 expression. Furthermore, over-regulation of SIRT-1 and deacetylation of NF-ĸB following training reduce inflammation and therefore, improve atrophy. Additionally, the FOXO family plays an important role to regulate muscle atrophy through transcription factors. During inactivity, FOXO is dephosphorylated and accumulated in the nucleus of muscle cells. Dephosphorylated FOXO transfer to the nucleus preferentially increases the expression of atrogin-1 and MuRF1 mRNAs. On the other hand, increasing the phosphorylation of FOXO and its transfer to the cytosol through protein kinase B, decrease the down-regulation of atrogin-1 and MuRF1. Altogether, it can be concluded that muscular resistance-stimulation training compared to resistance training alone can be a suitable training method to improve the factors associated with muscle atrophy in the rehabilitation period after anterior cruciate ligament surgery in athletes.

Ethical Considerations
Compliance with ethical guidelines
In the implementation of the research, ethical considerations were considered according to the instructions of the ethics committee of Bojnord Branch, Islamic Azad University, and the ethics code number 182482571813234162302330 was received.

Funding
This article is taken from the thesis of Abuzar Alavi under the guidance of Najma Rezaian and Reza Ganji and the advice of Ali Yaqoubi from the Department of Physical Education and Sports Sciences of Bojnord Branch, Islamic Azad University. This research has not received any financial aid from the funding organization in the public, government, commercial, non-profit sectors of the university or research center.

Authors' contributions
All authors contributed equally in preparing all parts of the research.

Conflict of interest
The authors declared no conflict of interest.

Acknowledgments
We are grateful to all the people who helped us in conducting this research.

مقدمه
آسیب رباط صلیبی قدامی یکی از شایع‌ترین آسیب‌های ورزشی در ورزشکاران است و پیامدهای فوری و بلندمدت متعددی مانند درد، ضعف عضلانی، محدودیت حرکتی و در مواردی تخریب طولانی‌مدت مفصلی به همراه دارد [1]. ضعف عضلات چهار سر رانی به‌عنوان مانعی در برابر بازتوانی مؤثر بعد از آسیب و بازسازی رباط صلیبی قدامی مشاهده شده ‌است. این ضعف ممکن است به طیف گسترده‌ای از عواقب مهم مثل نقص اکستنشن زانو، راه رفتن غیرطبیعی، آتروفی ران، عملکرد ضعیف، بی‌ثباتی دینامیکی، درد مداوم زانو و استئوآرتریت اولیه منجر شود [2].
تا به امروز، شناخت کمی درباره تغییرات مورفولوژیکی و سلولی در عضله چهار سر پس از آسیب یا بازسازی رباط صلیبی قدامی وجود دارد. آتروفی تار عضلانی مکرراً با یافته‌های متناقض توصیف شده ‌است که آیا تار نوع I یا نوع II بیشتر تحت‌تأثیر قرار می‌گیرد [3]؟ عوامل متعددی به کاهش توده عضلانی هنگام آسیب و بیماری‌های عضلانی کمک می‌کنند که شامل آسیب اکسیداتیو، التهابی و همچنین تضعیف عضلات به علت افزایش کاتابولیسم پروتئین است [4]. 
نوسازی نرمال پروتئین برای حفظ توده عضلانی ضروری است. افزایش کاتابولیسم پروتئینی با فعالیت ویژه لیگازهای یوبیکویتین E3 مرتبط است که پروتئین‌ها را برای پروتئولیز ناشی از پروتئازوم هدف قرار می‌دهند [4]. لیگازهای یوبیکویتین ویژه عضله MuRF1 و آتروگین-1‌ (MAFbx) نشانگرهای مولکولی معتبر برای آتروفی عضلانی هستند که به‌طور قابل‌توجهی در عضلات اسکلتی محیطی در شرایط مختلف کاهش توده عضلانی افزایش می‌یابند [5]. 
مطالعات قبلی نشان دادند بیان MAFbx و MuRF1 در عضلات اسکلتی آتروفی‌شده افزایش می‌یابد و موش‌هایی که نقص در آتروگین-1 و یا MuRF1 دارند به آتروفی عضلانی مقاوم هستند [6, 7]. AFbx M و MuRF1 به‌ترتیب توسط مسیرهای NF-kB و FOXO کنترل می‌شوند [4]. فعال‌سازی NF-kB در پاسخ به سیتوکین التهابی TNF-α به سرکوب بیان ژن MyoD منجر می‌شود، درحالی‌که پیشنهاد شده‌ است MyoD (در تمایز پروتئین نقش دارد) نیز یک سوبسترا برای لیگاز MAFbx E3 است [4].
به‌طورمعمول برای افزایش توده و قدرت عضلانی، تمرینات با شدت بالا با بارهای تقریباً 70 تا 85 درصد یک تکرار بیشینه توصیه می‌شود [8]. بااین‌حال، تمرینات مقاومتی سنگین اغلب برای افرادی خاص مانند افراد سالخورده، افراد مبتلا به بیماری مزمن و بازتوانی و ریکاوری ورزشکاران، چالش‌برانگیز یا حتی ممنوع است. مطالعات محدودی در ارتباط با تأثیر تمرین مقاومتی طولانی‌مدت و حاد بر فاکتورهای آتروفی عضله انجام شده‌است. برای مثال، زانچی و همکاران نشان دادند تمرین مقاومتی طولانی‌مدت به کاهش سطوح آتروگین-1 و MuRF1 در موش‌های صحرایی منجر می‌شود [9].
ضعف عضلانی پس از آسیب یا عمل جراحی تا حدودی می‌تواند به‌دلیل آتروفی عضله یا کاهش توانایی برای فعال‌سازی تارهای عضلانی در دسترس باشد [10، 11]. ضمن اینکه، پاسخ محافظتی و بازتابی که به‌صورت تغییر در تحریک عصبی عضلات اطراف مفصل پس از آسیب‌های مفصلی وجود دارد، مانع از انقباض عضلانی ارادی و درنتیجه عملکرد طبیعی عضله می‌شود [10، 12]. 
در مواردی که انقباضات ارادی عضلات پس از آسیب یا جراحی مهار می‌شود، تحریک الکتریکی عضلانی توصیه می‌شود که ضمن ایجاد پتانسیل عمل در اعصاب حرکتی عضله، آثار مهاری بر انقباض را نیز حذف کند [10، 13]. بنابراین در مواردی که انجام تمرینات ورزشی به‌دلیل محدودیت حرکتی امکان‌پذیر نیست، انجام تحریک الکتریکی عضلانی احتمالاً می‌تواند یک روش تمرینی مفید در دوره توان‌بخشی باشد. استفاده از تحریک الکتریکی عضلانی در توان‌بخشی رباط صلیبی قدامی برای بهبود قدرت عضلات چهار سر رانی و عملکرد فیزیکی در چند کارآزمایی کنترل‌شده تصادفی بررسی شده است. این مطالعات مروری نشان دادند تحریک الکتریکی عضلانی در ترکیب با تمرینات ورزشی ممکن است در بهبود قدرت عضلات چهار سر رانی مؤثرتر از تمرینات ورزشیِ به‌تنهایی باشد [14, 15, 16]. 
باوجوداین، این مطالعات تأثیر تمرینات تحریک الکتریکی/تمرین مقاومتی را بر قدرت عضلانی بررسی کردند‌ و تغییرات متابولیکی‌هورمونی همراه با افزایش قدرت را بررسی نکردند، اما آنچه در ارتباط با تحریک الکتریکی عضلانی همراه با تمرین ورزشی حائز اهمیت است، مؤثر بودن این شیوه درمانی به‌عنوان یک شیوه تمرینی کم‌فشار است، زیرا در عین نیل به هدف کاهش آتروفی و بهبود قدرت عضلانی، فشاری کم بر مفصل آسیب‌دیده وارد می‌کند، اما برای افزایش قدرت و حجم عضلانی از‌طریق تمرین مقاومتی به‌تنهایی به‌شدت بالاتری از تمرین (بیشتر از 70 درصد یک تکرار بیشینه) نیاز است [17] که می‌تواند موجب تشدید آسیب رباط صلیبی قدامی ‌شود.
اگرچه برخی از مطالعات تأثیر تمرینات تحریک الکتریکی عضلانی را بر بیان ژن‌های مربوط به آتروفی در افراد سالم نشان دادند، اما تاکنون مطالعه‌ای تأثیر تمرین مقاومتی یا تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضلانی بر سطح سرمی فاکتورهای مرتبط با مسیرهای سلولی مرتبط با آتروفی عضلانی بعد از جراحی رباط صلیبی قدامی را بررسی کردند. همچنین اثرگذاری این 2 نوع تمرین در مقایسه با هم بررسی نشده ‌است؛ بنابراین هدف از تحقیق حاضر مقایسه و بررسی تأثیر تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله و تمرین مقاومتی بر سطح سرمی آتروگین-1 و MuRF1 در مردان جوان ورزشکار نخبه بعد از جراحی رباط صلیبی قدامی زانو بود.
مواد و روش‌ها
طرح تحقیق و آزمودنی‌ها
جامعه آماری پژوهش حاضر را ورزشکاران نخبه با سابقه جراحی رباط صلیبی قدامی با دامنه سنی 18 تا 35 سال استان خراسان رضوی تشکیل دادند. از نمونه‌گیری غیر‌تصادفی مبتنی بر هدف استفاده شد. چنانکه افرادی که به‌طور منظم در فعالیت‌های ورزشی شرکت کردند و سطح بالایی از ظرفیت فیزیولوژیکی از‌قبیل عملکردی، کنترل حرکتی و همچنین ظرفیت شناختی داشتند (ورزشکار حرفه‌ای) [18]، در تیم‌های استانی در رشته‌های والیبال، فوتبال، فوتسال و بسکتبال فعالیت داشتند و جراحی رباط صلیبی قدامی هم داشتند از‌طریق جراح ارتوپد فوق تخصص زانو یا فیزیوتراپیست مطلع و به‌صورت داوطلبانه وارد تحقیق شدند. 
معیارهای ورود به مطالعه بدین‌صورت بود که 3 ماه از جراحی آن‌ها گذشته باشد و طی این 3 ماه تحت درمان‌های فیزیوتراپی مشابه قرار گرفته باشند. تنها پارگی رباط صلیبی قدامی داشتند و سایر رباط‌ها و قسمت‌های زانو سالم باشد. هیچ‌گونه آسیب‌دیدگی قبلی در اندام تحتانی نداشته باشند. از‌نظر بیماری‌های عضلانی به استثنای آسیب رباط صلیبی قدامی و اسکلتی و مشکلات قلبی تنفسی در سلامت کامل باشند. همچنین معیار خروج شامل آسیب مینیسک یا لیگامنت‌ها، 3 جلسه غیبت متوالی یا 4 جلسه به‌طور‌کلی بود [14]. 
همچنین پروتکل مطالعه توسط کمیته اخلاق دانشگاه آزاد اسلامی واحد بجنورد تأیید شد. همچنین در 1 جلسه همه‌ آزمودنی‌ها فرم رضایت‌نامه را امضا کردند و آگاهانه و داوطلبانه آمادگی خود را برای شرکت در این پژوهش اعلام کردند. از بین داوطلبان، 20 نفر که شرایط لازم برای شرکت در پژوهش را داشتند، انتخاب و به‌طور تصادفی به 2 گروه (10 نفر در هر گروه) تقسیم شدند. گروه 1. تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی و 2. گروه تمرین مقاومتی. قبل از شروع پروتکل ورزشی در 1 جلسه، حداکثر 10 تکرار بیشینه در حرکات تعیین‌شده با استفاده از فرمول برزیسکی [حداکثر 10 تکرار بیشینه=وزن جابه‌جاشده (کیلوگرم) /1/0278–(تعداد تکرار تا خستگی×0/0278)] برای آزمودنی‌ها تعیین شد [1]. 
اندازه‌گیری شاخص‌های آنتروپومتری
 از همه آزمودنی‌ها 4 روز بعد از تعیین حداکثر 10 تکرار بیشینه و قبل از شروع پروتکل‌های تمرینی، نمونه‌گیری خونی (پیش‌آزمون) در حالت ناشتا انجام شد. در ادامه، آزمودنی‌ها 12 هفته آزمایش مورد نظر را انجام دادند. 48 ساعت بعد از آخرین جلسه تمرینی در حالت ناشتا نمونه‌گیری خونی دوم (پس‌آزمون) جمع‌آوری شد و برای آنالیز سطوح سرمی آتروگین-1و MuRF1 به آزمایشگاه منتقل شد.
پروتکل تمرینی
پروتکل تمرین مقاومتی برای هر 2 گروه تمرین مقاومتی/تحریکی و تمرین مقاومتی یکسان بود و شامل حرکات زیر بود: اسکات پشت به دیوار، کش 4 جهته (به‌صورت ایستاده برای عضلات کل پا)، اسکات با دستگاه اسمیت، اسکات با دستگاه هاگ، نشستن و بلند شدن روی صندلی، استپ آپ، لانج، داخل ران با دستگاه، خارج ران با دستگاه، دوقلو با دستگاه اسمیت، جلو ران با دستگاه نگهدارنده، پشت ران با دستگاه نگهدارنده، جلو ران با دستگاه تکراری، پشت ران با دستگاه تکراری. قبل از شروع پروتکل، آزمودنی‌ها برنامه گرم کردن شامل دوچرخه ثابت و الپتیکال و حرکات کششی را انجام دادند. 
در پایان جلسه تمرینی نیز برنامه سرد کردن شامل دوچرخه و حرکات کششی انجام شد. آزمودنی‌های هر 2 گروه حرکات تمرینی را در 2 تا 4 ست با شدت 30 تا 70 درصد 10 تکرار بیشینه انجام دادند. شدت تمرین به‌تدریج هر هفته 5 درصد افزایش یافت و 4 هفته آخر با شدت 70 درصد 10 تکرار بیشینه فعالیت را انجام دادند و استراحت بین ‌ست‌ها 60 ثانیه در‌نظر گرفته شد. پروتکل تحقیق حاضر تعدیل‌شده تحقیقات قبلی است (تصویر شماره 1) [14، 17، 20] .

پروتکل تحریک الکتریکی جلدی عضله
 یک الکترود (آند) 5 تا 7 سانتی‌متر روی عضله چهار سر و الکترود دیگر (کاتد) روی عصب فمورال در ناحیه کشاله ران گذاشته شد. برای ایجاد تحریک از یک استیمولاتور الکتریکی میوداین ساخت کشور انگلستان با فرکانس 200 هرتز استفاده شد. زمان انقباض 5 ثانیه و زمان استراحت 5 ثانیه 30 دقیقه بود. تحریک الکتریکی 35 تا 70 هرتز هم‌زمان با اجرای ست‌های حرکت مقاومتی اعمال می‌شد. پروتکل تحقیق حاضر تعدیل‌شده تحقیقات قبلی است (تصویر شماره 1) [14].
روش تجزیه‌و‌تحلیل آزمایشگاهی
در 2 مرحله پیش‌آزمون و پس‌آزمون نمونه‌های خونی به میزان 5 سی‌سی از ورید پیش‌آرنجی در حالت استراحت و ناشتا جمع‌آوری شد. سپس نمونه خونی در دمای اتاق به مدت 20 دقیقه تا لخته شدن خون نگهداری شدند. پس از لخته شدن خون، نمونه‌های خونی در دمای 4 درجه سانتی‌گراد در 15 دقیقه با سرعت 3000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شدند. پس از جداسازی سرم، نمونه‌های خونی تا زمان آنالیز متغیرهای مطالعه‌شده در دمای 20- در یخچال ذخیره شدند. سطوح سرمی آتروگین-1 با استفاده از کیت انسانی ساخت شرکت کوسابیو کشور چین  به روش الایزا سنجیده شد. سطوح سرمی MuRF1 با استفاده از کیت انسانی ساخت شرکت استبایوفارم کشور چین  به روش الایزا سنجیده شد.
روش تجزیه‌و‌تحلیل آماری
برای توصیف داده‌ها از روش‌های آماری توصیفی (میانگین، انحراف معیار، رسم جداول و تصاویر) استفاده شد. به‌منظور استفاده از آزمون آماری مناسب با توجه به حجم نمونه، ابتدا به بررسی طبیعی بودن توزیع و تجانس واریانس متغیرهای مطالعه‌شده از‌طریق آزمون شاپیرو ویلک پرداخته شد. مقایسه بین‌گروهی با استفاده از آزمون تحلیل کوواریانس (برای تفاوت بین 2 گروه تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله و تمرین مقاومتی) تحلیل آماری شد. از آزمون تی‌وابسته برای مقایسه مراحل اندازه‌گیری (تفاوت پیش‌آزمون با پس‌آزمون) در هر گروه به‌صورت جداگانه استفاده شد. برای تجزیه‌وتحلیل اطلاعات از نرم‌افزار آماری SPSS نسخه 23 و برای رسم تصاویر از نرم‌افزار اکسل نسخه 2013 استفاده شد. سطح معناداری کوچک‌تر از 0/05 در‌نظر گرفته شد.
یافته‌ها
در جدول‌ شماره 1، میانگین و انحراف معیار ویژگی‌های توصیفی آزمودنی‌ها شامل سن، قد، وزن و شاخص توده بدنی در هر 2 گروه ارائه شده ‌است.

تحلیل آماری آنالیز کوواریانس نشان داد تفاوت معنا‌داری بین گروه‌ها در ارتباط با سطوح سرمی آتروگین-1 وجود دارد (0/047=Pو 3/585=F) و سطوح آتروگین در گروه تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله در مقایسه با گروه تمرین مقاومتی به‌صورت معناداری کاهش یافت. 
نتایج آزمون تی‌وابسته نشان داد در گروه تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله سطوح سرمی آتروگین-1 در پس‌آزمون نسبت به پیش‌آزمون به‌صورت معناداری کاهش یافت (0/013=P). با‌وجوداین، در گروه تمرین مقاومتی تغییرات سطوح آتروگین-1 در پس‌آزمون نسبت به پیش‌آزمون معنادار نبود (05/P>0) (تصویر شماره 2 الف) (جداول 2، 3).

تحلیل آماری کواریانس نشان داد تفاوت معنا‌داری بین گروه‌ها در ارتباط با سطوح سرمی MuRF1 وجود ندارد (0/05<Pو 1/159=F). نتایج آزمون تی‌وابسته نشان داد در گروه تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله سطوح سرمی MuRF1 در پس‌آزمون نسبت به پیش‌آزمون به‌صورت معناداری کاهش یافت (0/008=P). با‌وجوداین، در گروه تمرین مقاومتی تغییرات سطوح MuRF1 در پس‌آزمون نسبت به پیش‌آزمون معنادار نبود (05/P>0) (تصویر شماره 2 ب) (جداول 2، 3).
بحث
تمرین ورزشی یکی از روش‌های مناسب جهت جلوگیری از آتروفی عضلانی همراه با افزایش سن است که می‌تواند بعد از آسیب ورزشی نیز برای بازتوانی استفاده شود [21]. علاوه بر تمرین مقاومتی، تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله نیز یکی از روش‌های مطلوب در بازتوانی بعد از آسیبِ ورزشکاران است. نتایج تحقیق حاضر نشان داد تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله موجب کاهش معنا‌دار غلظت سرمی آتروگین-1 و MuRF1 در دوره بازتوانی بعد از جراحی رباط صلیبی قدامی می‌شود که می‌تواند نشانگر کاهش آتروفی عضلانی باشند. آتروگین-1 و MuRF1 پروتئین‌های اصلی در تنظیم آتروفی عضلانی هستند [22]. 
این پروتئین‌ها طی بی‌تحرکی عضله، تعلیق در دوران پس از جراحی یا عصب‌زدایی عضله فعال می‌شوند [23، 24]. گزارش شد که بیان mRNA آتروگین-1 و MuRF1 بعد از 3 روز بی‌تحرکی در عضلات تندانقباض در مقایسه با تارهای کندانقباض (از‌قبیل عضله نعلی) افزایش می‌یابد [25]. مطالعه‌ای در این زمینه روی افراد با پارگی رباط صلیبی قدامی یا آسیب‌دیده انجام نشده است، اما هم‌راستا با نتایج تحقیق حاضر، مرادی و همکاران، تأثیر 3 نوع تمرین استقامتی، مقاومتی و ترکیبی را بر این فاکتورها بررسی کردند و نشان دادند اجرای 8 هفته تمرین مقاومتی به‌طور معنا‌داری موجب کاهش بیان ژن آتروگین-1 و MuRF1 می‌شود، اما در تضاد با نتایج حاضر، تمرین استقامتی موجب افزایش معنا‌دار بیان ژن آتروگین-1 و MuRF1 در عضله پهن جانبی می‌شود، در‌حالی‌که تمرین ترکیبی تأثیری بر آن‌ها نداشت [26]. این اختلاف می‌تواند ناشی از نوع تمرین (مقاومتی در مقایسه با استقامتی) باشد. همچنین تمرین اینتروال موجب افزایش بیان MuRF1 بعد از 4 هفته تمرین شود، اما بعد از 8 هفته آن را کاهش داد. علاوه‌بر‌این، هر 2 نوع تمرین اینتروال و تداومی موجب کاهش آتروگین-1 بعد از 4 هفته تمرین شدند [27].
آتروفی عضلانی بعد از آسیب می‌تواند در اثر بی‌تحرکی و ناشی از تغییر در ژن‌های تجزیه‌کننده و سنتز‌کننده پروتئین باشد. به‌طوری‌که 2 هفته بی‌تحرکی در جوندگان موجب کاهش پروتئین عضله به میزان 40 درصد [28] و افزایش میزان ژن‌های مرتبط با آتروفی به میزان 8/1 برابر می‌شود [29]. هم‌راستا با این تحقیق، ریبریو و همکاران نشان دادند تمرین مقاومتی روش مؤثری در کاهش سطح آتروگین-1 و MuRF1 همراه با افزایش سن است که در‌نتیجه می‌تواند از آتروفی عضلانی جلوگیری کند [30]. 
همچنین زانچی و همکاران به این نتیجه رسیدند که تمرین مقاومتی موجب کاهش آتروگین-1 به میزان 61 درصد و کاهش MuRF1 به میزان 41 درصد می‌شود [9]، اما موافق با این مطالعه، پژوهشگران نبود تغییر در بیان ژن آتروگین-1 و MuRF1 را در اثر تمرین مقاومتی اختیاری گزارش کردند [31] که می‌تواند ناشی از شدت تمرین یا تحریک الکتریکی (مقاومت با فرکانس‌های مختلف) باشد. 
هم‌راستا با نتایج تحقیق حاضر، در‌زمینه تحریکی الکتریکی یک مطالعه نشان داد تحریک الکتریکی موجب کاهش موقتی آتروگین-1 در شرایط آتروفی ناشی از عصب‌زدایی می‌شود [28] که می‌تواند تأییدی بر نتایج تحقیق حاضر در مؤثر بودن تحریک الکتریکی در کاهش آتروفی عضلانی ‌باشد. هر‌چند مطالعات دیگری برای روشن شدن سازوکار تغییرات ژن‌های مرتبط با آتروفی عضلانی در دسترس نیست. از طرفی به‌دلیل نبود محدودیت در اندازه‌گیری فاکتورهای نسخه‌بردار بالادست آتروفی عضلانی، سازوکار کاهش آتروگین-1 و MuRF1 در اثر تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله مشخص نیست. به‌نظر می‌رسد فاکتورهای نسخه‌بردار با تغییر در فاکتورهای التهابی نقش مهمی در این زمینه دارند. گزارش شده است که افزایش فاکتورهای التهابی در جوندگان بالغ با افزایش محتوای mRNA هر دوی آتروگین-1 و MuRF1 در عضلات اسکلتی همراه بود و این تغییرات بیشتر در تارهای تندانقباض در مقایسه با کندانقباض رخ می‌دهد [32]. 
در‌این‌زمینه، نشان داده شد تحریک TNF-α موجب افزایش بیان آتروگین-1 و MuRF1 و متعاقباً تجزیه پروتئین عضلانی می‌شود [32]. در‌این‌راستا، فراست و همکاران نشان دادند افزایش TNF-α برون‌زاد با افزایش در محتوای mRNA آتروگین-1 و MuRF1 همراه است [32]. از‌طرف‌دیگر، نشان داده شد بیش‌تنظیمی SIRT1 ناشی از فعالیت ورزشی موجب کاهش التهاب می‌شود [33].
SIRT1 اثرات ضدالتهابی قوی از‌طریق دی استیله کردن NF-ĸB دارد که درنتیجه موجب مهار جابه‌جایی NF-ĸB و کاهش بیان ژن‌های پیش‌التهابی می‌شود [33]. گزارش شد تمرین هوازی با شدت متوسط موجب تنظیم افزایشی SIRT1 و مهار استیله شدن NF-ĸB ‌می‌شود [33]. یکی دیگر از سازوکارهای افزایش آتروگین-1 و MuRF1 می‌تواند ناشی از تغییر در بیان ژن FOXO باشد. خانواده FOXO نقش مهمی در تنظیم برنامه آتروفی از طریق فاکتورهای نسخه‌بردار ایفا می‌کند [34]. 
فاکتورهای نسخه‌بردار FOXO (غیرفسفوریله) به‌طور عمده در محفظه‌های هسته‌ای به‌صورت فعال و در اتصال به DNA قرار دارند [35]. هنگام بی‌تحرکی، FOXO دفسفوریله می‌شود و در هسته سلول عضلانی تجمع پیدا می‌کند [36]. این انتقال FOXO دفسفوریله به هسته به‌صورت ترجیحی موجب افزایش بیان mRNA آتروگین-1 و MuRF1 می‌شود [22]. از‌طرف‌دیگر، افزایش فسفوریلاسیون FOXO و انتقال آن به سیتوزول از‌طریق پروتئین کیناز B موجب تنظیم کاهشی آتروگین-1 و MuRF1 می‌شود [22]. بنابراین برخلاف محدودیت تحقیق در اندازه‌گیری SIRT1 و FOXO، بر‌اساس نتایج حاصل از تحقیق حاضر می‌توان اظهار کرد که تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله احتمالاً با افزایش غلظت SIRT1 موجب مهار FOXO می شود که در نتیجه این تغییرات، غلظت آتروگین-1 و MuRF1 کاهش پیدا می‌کند، اما برای تأیید این فرضیه نیاز به تحقیقات آتی است.
یکی دیگر از سازوکارهای کاهش آتروفی عضلانی می‌تواند ناشی از تغییر در سلول‌های ماهواره‌ای در اثر تمرین ورزشی مقاومتی باشد. در‌این‌زمینه، کادی و همکاران نشان دادند تمرین مقاومتی با افزایش تعداد سلول‌های ماهواره‌ای موجب افزایش سنتز پروتئین عضلانی و در‌نتیجه قطر تارهای عضلانی می‌شود [37]. به‌خوبی اثبات شد که برای افزایش حجم عضلانی، افزایش تعداد هسته‌های سلول عضلانی ضروری است [38].
نتیجه‌گیری
نتایج تحقیق حاضر نشان داد تمرین مقاومتی/تحریک الکتریکی عضله در مقایسه با تمرین مقاومتی به‌تنهایی با کاهش در فاکتورهای مرتبط با آتروفی عضلانی (آتروگین-1 و MuRF1) همراه است. برخلاف محدودیت تحقیق در اندازه‌گیری سطح مقطع عرضی عضلات همراه با تغییرات قدرت عصبی‌عضلانی ناشی از تمرین، می‌توان نتیجه‌گیری کرد که تمرین مقاومتی/تحریکی عضلانی در‌مقایسه با تمرین مقاومتی به‌تنهایی می‌تواند به‌عنوان روش تمرینی مناسبی برای بهبود در فاکتورهای مرتبط با آتروفی عضلانی در دوره توان‌بخشی بعد از جراحی رباط صلیبی قدامی در ورزشکاران استفاده شود.

ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
در اجرای پژوهش ملاحظات اخلاقی مطابق با دستورالعمل کمیته اخلاق دانشگاه آزاد بجنورد در‌نظر گرفته شده و کد اخلاق به شماره 182482571813234162302330 دریافت شده ‌است.

حامی مالی
این مقاله برگرفته از پایان‌نامه ابوذر علوی با راهنمایی نجمه رضائیان و رضا گنجی و مشاوره علی یعقوبی از گروه تربیت‌بدنی و علوم ورزشی دانشگاه آزاد اسلامی واحد بجنورد است. این پژوهش هیچ‌گونه کمک مالی از سازمان تأمین‌کننده مالی در بخش‌های عمومی، دولتی، تجاری، غیرانتفاعی دانشگاه یا مرکز تحقیقات دریافت نکرده ‌است. 

مشارکت نویسندگان
تمام نویسندگان در آماده‌سازی این مقاله مشارکت یکسان داشتند. 

تعارض منافع
بنابر اظهار نویسندگان، این مقاله تعارض منافع ندارد. 

تشکر و قدردانی
از تمام افرادی که در انجام این تحقیق ما را یاری کردند، تشکر و قدردانی می‌شود.

References

1. Hobson A. The etiology of persistent quadriceps weakness following anterior cruciate ligament reconstruction. JBJS Journal of Orthopaedics for Physician Assistants. 2018; 6(3):e24. [DOI:10.2106/JBJS.JOPA.18.00001]
2. Sonnery-Cottet B, Saithna A, Quelard B, Daggett M, Borade A, Ouanezar H, et al. Arthrogenic muscle inhibition after ACL reconstruction: A scoping review of the efficacy of interventions. British Journal of Sports Medicine. 2019; 53(5):289-98. [DOI:10.1136/bjsports-2017-098401] [PMCID]
3. Noehren B, Andersen A, Hardy P, Johnson DL, Ireland ML, Thompson KL, et al. Cellular and morphological alterations in the vastus lateralis muscle as the result of ACL injury and reconstruction. The Journal of Bone and Joint Surgery American volume. 2016; 98(18):1541-7. [DOI:10.2106/JBJS.16.00035] [PMID] [PMCID]
4. Anastasiou D, Krek W. SIRT1: Linking adaptive cellular responses to aging-associated changes in organismal physiology. Physiology (Bethesda). 2006; 21:404-10. [DOI:10.1152/physiol.00031.2006] [PMID]
5. Durigan J, Peviani S, Russo T, Silva A, Vieira R, Martins M, et al. Effects of exercise training on atrophy gene expression in skeletal muscle of mice with chronic allergic lung inflammation. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 2009; 42(4):339-45. [DOI:10.1590/s0100-879x2009000400005] [PMID]
6. Gomes MD, Lecker SH, Jagoe RT, Navon A, Goldberg AL. Atrogin-1, a muscle-specific F-box protein highly expressed during muscle atrophy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2001; 98(25):14440-5. [DOI:10.1073/pnas.251541198] [PMID] [PMCID]
7. Cohen S, Brault JJ, Gygi SP, Glass DJ, Valenzuela DM, Gartner C, et al. During muscle atrophy, thick, but not thin, filament components are degraded by MuRF1-dependent ubiquitylation. Journal of Cell Biology. 2009; 185(6):1083-95. [DOI:10.1083/jcb.200901052] [PMID] [PMCID]
8. Slysz J, Stultz J, Burr JF. The efficacy of blood flow restricted exercise: A systematic review & meta-analysis. Journal of Science and Medicine in Sport. 2016; 19(8):669-75. [DOI:10.1016/j.jsams.2015.09.005] [PMID]
9. Zanchi NE, de Siqueira Filho MA, Lira FS, Rosa JC, Yamashita AS, de Oliveira Carvalho CR, et al. Chronic resistance training decreases MuRF-1 and Atrogin-1 gene expression but does not modify Akt, GSK-3β and p70S6K levels in rats. European Journal of Applied Physiology. 2009; 106(3):415-23. [DOI:10.1007/s00421-009-1033-6] [PMID]
10. Hart JM, Pietrosimone B, Hertel J, Ingersoll CDJJoat. Quadriceps activation following knee injuries: A systematic Review. 2010; 45(1):87-97. [DOI:10.4085/1062-6050-45.1.87] [PMID] [PMCID]
11. Hopkins JT, Ingersoll CDJJosr. Arthrogenic muscle inhibition: A limiting factor in joint rehabilitation. Journal of Sport Rehabilitation. 2000; 9(2):135-59. [DOI:10.1123/jsr.9.2.135]
12. Young AJAotrd. Current issues in arthrogenous inhibition. Annals of the Rheumatic Diseases. 1993; 52(11):829-34. [DOI:10.1136/ard.52.11.829]
13. Hauger AV, Reiman MP, Bjordal JM, Sheets C, Ledbetter L, Goode AP. Neuromuscular electrical stimulation is effective in strengthening the quadriceps muscle after anterior cruciate ligament surgery. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 2018; 26(2):399-410. [DOI:10.1007/s00167-017-4669-5] [PMID]
14. Imoto AM, Peccin S, Almeida GJM, Saconato H, Atallah ÁNJSPMJ. Effectiveness of electrical stimulation on rehabilitation after ligament and meniscal injuries: A systematic review. Sao Paulo Medical Journal. 2011; 129(6):414-23. [DOI:10.1590/s1516-31802011000600008] [PMID]
15. Kim KM, Croy T, Hertel J, Saliba S. Effects of neuromuscular electrical stimulation after anterior cruciate ligament reconstruction on quadriceps strength, function, and patient-oriented outcomes: A systematic review. Journal of Orthopaedic & Sports Physical Therapy. 2010; 40(7):383-91. [DOI:10.2519/jospt.2010.3184] [PMID]
16. Wright RW, Preston E, Fleming BC, Amendola A, Andrish JT, Bergfeld JA, et al. A systematic review of anterior cruciate ligament reconstruction rehabilitation-part iI: Open versus closed kinetic chain exercises, neuromuscular electrical stimulation, accelerated rehabilitation, and miscellaneous topics. The Journal of Knee Surgery. 2008; 21(03):225-34. [DOI:10.1055/s-0030-1247823] [PMID] [PMCID]
17. Kraemer WJ, Ratamess NA. Fundamentals of resistance training: Progression and exercise prescription. Medicine & Science in Sports & Exercise. 2004; 36(4):674-88. [DOI:10.1249/01.mss.0000121945.36635.61] [PMID]
18. Scharfen HE, Memmert D. Measurement of cognitive functions in experts and elite athletes: A meta-analytic review. Applied Cognitive Psychology. 2019; 33(5):843-60. [DOI:10.1002/acp.3526]
19. Brzycki M. Strength testing-predicting a one-rep max from reps-to-fatigue. Journal of Physical Education, Recreation & Dance. 1993; 64(1):88-90. [DOI:10.1080/07303084.1993.10606684]
20. van Grinsven s, van Cingel REH, Holla CJM, van Loon CJM. Evidence-based rehabilitation following anterior cruciate ligament reconstruction. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 2010; 18(8): 1128-44. [DOI:10.1007/s00167-009-1027-2] [PMID]
21. Oliveira-Marques V, Marinho HS, Cyrne L, Antunes F. Role of hydrogen peroxide in NF-κB activation: From inducer to modulator. Antioxidants & Redox Signaling. 2009; 11(9):2223-43. [DOI:10.1089/ars.2009.2601] [PMID]
22. Okamoto T, Machida S. Changes in FOXO and proinflammatory cytokines in the late stage of immobilized fast and slow muscle atrophy. Biomedical Research. 2017; 38(6):331-42. [DOI:10.2220/biomedres.38.331] [PMID]
23. Sacheck JM, Hyatt JPK, Raffaello A, Thomas Jagoe R, Roy RR, Reggie Edgerton V, et al. Rapid disuse and denervation atrophy involve transcriptional changes similar to those of muscle wasting during systemic diseases. The FASEB Journal. 2007; 21(1):140-55. [DOI:10.1096/fj.06-6604com] [PMID]
24. Krawiec BJ, Frost RA, Vary TC, Jefferson LS, Lang CH. Hindlimb casting decreases muscle mass in part by proteasome-dependent proteolysis but independent of protein synthesis. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2005; 289(6):E969-80. [DOI:10.1152/ajpendo.00126.2005] [PMID]
25. Okamoto T, Torii S, Machida S. Differential gene expression of muscle-specific ubiquitin ligase MAFbx/Atrogin-1 and MuRF1 in response to immobilization-induced atrophy of slow-twitch and fast-twitch muscles. The Journal of Physiological Sciences. 2011; 61(6):537. [DOI:10.1007/s12576-011-0175-6] [PMID]
26. Moradi Y, Zehsaz F, Nourazar MA. Concurrent exercise training and Murf-l and Atrogin-1 gene expression in the vastus lateralis muscle of male Wistar rats. Apunts Sports Medicine. 2020; 55(205):21-7. [DOI:10.1016/j.apunsm.2020.02.001]
27. Cui X, Zhang Y, Wang Z, Yu J, Kong Z, Ruzic L. HIIT changes the expression of MuRF1 and MAFBx proteins and proteins involved in the MTOR pathway and autophagy in rat skeletal muscle. Experimental Physiology. 2019; 104:1505-17. [DOI:10.1113/ep087601]
28. Fujino H, Kohzuki H, Takeda I, Kiyooka T, Miyasaka T, Mohri S, et al. Regression of capillary network in atrophied soleus muscle induced by hindlimb unweighting. Journal of Applied Physiology. 2005; 98(4):1407-13. [DOI:10.1152/japplphysiol.00961.2004] [PMID]
29. Maruoka H, Tanaka K-i, Zenda M, Ogawa A, Kido S, Inoue K. Effect of exercise on muscle protein and mitochondrial function in mice model of skeletal muscle atrophy. International Journal of Biological Sciences. 2019; 7(2):19-25. [Link]
30. Ribeiro MBT, Guzzoni V, Hord JM, Lopes GN, de Cássia Marqueti R, de Andrade RV, et al. Resistance training regulates gene expression of molecules associated with intramyocellular lipids, glucose signaling and fiber size in old rats. Scientific Reports. 2017; 7(1):8593. [DOI:10.1038/s41598-017-09343-6] [PMID] [PMCID]
31. White Z, Terrill J, White RB, McMahon C, Sheard P, Grounds MD, et al. Voluntary resistance wheel exercise from mid-life prevents sarcopenia and increases markers of mitochondrial function and autophagy in muscles of old male and female C57BL/6J mice. Skeletal Muscle. 2016; 6(1):45. [DOI:10.1186/s13395-016-0117-3] [PMID] [PMCID]
32. Frost RA, Nystrom GJ, Jefferson LS, Lang CH. Hormone, cytokine, and nutritional regulation of sepsis-induced increases in atrogin-1 and MuRF1 in skeletal muscle. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2007; 292(2):E501-12. [DOI:10.1152/ajpendo.00359.2006] [PMID]
33. Liu H-W, Kao H-H, Wu C-H. Exercise training upregulates SIRT1 to attenuate inflammation and metabolic dysfunction in kidney and liver of diabetic db/db mice. Nutrition & Metabolism. 2019; 16:22. [DOI:10.1186/s12986-019-0349-4] [PMID] [PMCID]
34. Sandri M, Sandri C, Gilbert A, Skurk C, Calabria E, Picard A, et al. Foxo transcription factors induce the atrophy-related ubiquitin ligase atrogin-1 and cause skeletal muscle atrophy. Cell. 2004; 117(3):399-412. [DOI:10.1016/s0092-8674(04)00400-3][PMID] [PMCID]
35. Van Der Heide LP, Hoekman MF, Smidt MP. The ins and outs of FoxO shuttling: Mechanisms of FoxO translocation and transcriptional regulation. Biochemical Journal. 2004; 380(2):297-309. [DOI:10.1042/BJ20040167] [PMID] [PMCID]
36. Senf SM, Dodd SL, Judge AR. FOXO signaling is required for disuse muscle atrophy and is directly regulated by Hsp70. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 2010; 298(1):C38-45. [DOI:10.1152/ajpcell.00315.2009] [PMID] [PMCID]
37. Kadi F, Schjerling P, Andersen LL, Charifi N, Madsen JL, Christensen LR, et al. The effects of heavy resistance training and detraining on satellite cells in human skeletal muscles. The Journal of Physiology. 2004; 558(3):1005-12. [DOI:10.1113/jphysiol.2004.065904] [PMID] [PMCID]
38. Radak Z, Suzuki K, Posa A, Petrovszky Z, Koltai E, Boldogh I. The systemic role of SIRT1 in exercise mediated adaptation. Redox Biology. 2020; 35:101467. [DOI:10.1016/j.redox.2020.101467] [PMID] [PMCID]