تأثیر کاهش فعالیت بدنی بر بیان ژن‌های مورف-1 و آتروژین-1 متعاقب تمرینات ورزشی مختلف

Introduction
Muscle atrophy can be due to the lack of physical activity for a long time. Some factors such as gravity-free environments, decreased blood flow in the tissues, poor nutrition, and denervation of a muscle attribute to muscle atrophy. Muscle atrophy occurs when protein degradation exceeds protein synthesis. Muscle atrophy can lead to poor quality of life, inability to perform daily tasks, and fatigue as well as some diseases such as osteoporosis and diabetes. Research evidence suggests that a number of events occur in skeletal muscles to maintain a pure protein balance. Skeletal muscles have a very high plasticity in response to mechanical loads. Mechanical unloading in rodents has been shown to reduce muscle mass, cross-sectional area of myofibrils, and force generation. Hence, understanding the involved mechanisms in muscle atrophy can help develop new treatment methods to deal with muscle atrophy. 
Skeletal muscles atrophy via biochemical and transcriptional pathways increases to the expression of some genes called atrogene. These genes are for the ubiquitin-proteasome system that provide a mechanism for the selective degradation of regulatory and structural proteins. Although the major pathways of protein degradation are mediated by calpins, caspases, autophagy-lysosomal pathways, and the ubiquitin-proteasome pathway, the protein degradation by the ubiquitin-proteasome system plays an important role in muscle atrophy. In muscle atrophy, the MuRF1 and MAFbx (Atrogin-1) genes have been reported to be up-regulated in animal and human models. These genes encode ubiquitin E3 ligases. It seems that rats without MuRF-1 Atrogin-1 are phenotypically similar to their normal peers; however, after denervation, these animals show little self-protection to muscle atrophy. Transcription factor FOXO3a can bind to DNA sequences in the promoter region of Atrogin-1 and Bnip3. Activation of these genes by FOXO3a, along with other myogenic factors, causes the onset of muscle atrophy. 
Studies have shown that eight weeks of resistance training with an intensity of 85-95% 1RM can increase the expression of MuRF-1 and Atrogin-1 in the hypertrophic phase, but reduces it in the atrophic phase. On the other hand, it has been shown that after 3 months of resistance training, the expression of MuRF-1 and Atrogin-1 decreased. Furthermore, one session of resistance training for 10 weeks compared to endurance training has been reported to increase MuRF-1 and Atrogin-1 expression. Based on this, the regulation of MuRF-1 and Atrogin-1 genes seems to be dependent on the type and intensity of exercise. Overall, based on these findings, it can be said that the MuRF-1 and Atrogin-1 genes are valid markers for muscle atrophy. However, comprehensive information is not available about the effects of reduced physical activity after exercise on the muscle atrophy. 
The method of reducing physical activity by the spinal nerve ligation (SNL) causes muscle atrophy, reduces muscle mass, and possibly affects the expression of genes involved in muscle atrophy. The present study aims to assess the effect of reduced physical activity by SNL after a period of resistance, endurance and combined exercises on the expression of MuRF-1 and Atrogin-1 genes in the soleus muscle of Wistar rats. The questions are whether the MuRF-1 and Atrogin-1 have a role in the inactivity period, and whether exercise-induced adaptation can be effective in preventing or reducing muscle atrophy caused by reduced physical activity.
Materials and Methods
In the current experimental study, 30 male Wistar rats were randomly divided into four groups: Control + SNL, combined exercise + SNL, endurance exercise + SNL, and resistance training + SNL. The exercises were performed for six weeks. The endurance exercise was performed at moderate intensity (60-70% of VO2 max) on a treadmill for six weeks, four sessions per week. For resistance training, the animals climb a one-meter ladder with a slope of 85 degrees while the weights were attached to the animals’ tail by a cylinder. This training was performed for six weeks. The resistance training sessions were held in the morning (9 o’clock) and in the evening (2 o’clock) once every three days. Rats performed three sets with five repetitions in each session. The rest interval was two minutes between sets and one minute between repetitions. If necessary, an electric shock (0.2-0.3 mA) was used to stimulate the rats to climb the ladder. In the first week, 50% of the animals’ body weight was used with a gradual increase in the weights during the training program. The combined training program included three weeks of resistance training and three weeks of endurance exercise. 
After the training period, the protocol of reduced physical activity by SNL was implemented for four weeks. The SNL is a method that is widely used to study the mechanisms of neuropathic pain and the effect of drugs and pain-related behaviors. To implement this model, the rats were first anesthetized with sodium pentobarbital. Then, their fifth lumbar spinal nerve was tightly ligated according to Kim and Chang’s method. At the end of study, soleus muscle was isolated and the expression levels of the MuRF-1 and Atrogin-1 were measured by real-time polymerase chain reaction technique. To determine the gene expression differences between the groups, analysis of variance and Tukey’s post hoc test were used. The significant level was set at 0.05.
Results
The results showed that the expression of MuRF-1 gene in the combined exercise+SNL and resistance training + SNL groups was significantly lower than in control group (P<0.05). Moreover, the Atrogin-1 gene expression was significantly reduced only in the combined exercise + SNL group compared to the control group (P<0.05).
Discussion
According to the results of the present study, it seems that rats with resistance training were more resistant to SNL-induced atrophy than the group that performed endurance exercise. These results indicate that the resistance training is an important factor in preventing the increased expression of atrophic genes such as MuRF-1 and Atrogin-1 involved in SNL-induced muscle atrophy. Therefore, it the resistance training should be included in the rehabilitation program of patients with reduced physical activity.
Ethical Considerations
Compliance with ethical guidelines
In conducting the research, ethical considerations were considered according to the instructions of the ethics committee of Kerman University of Medical Sciences and the code of ethics was received under the number IR.KMU.REC.1399.190.
Funding
This article is taken from Mehdi Madaghi's doctoral thesis under the guidance of Reza Karakhanlou and the advice of Mohammad Ali Azarbaijani in the Department of Sports Physiology, Central Tehran Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran.
Authors' contributions
All authors contributed equally in preparing all parts of the research.

Conflict of interest
The authors declared no conflict of interest.
Acknowledgments
The authors of this research sincerely thank the staff of the Physiology and Neuroscience Research Center of Kerman University of Medical Sciences.

مقدمه
آتروفی عضلانی ناشی از استفاده نکردن طولانی‌مدت از عضله و به دلایل مختلفی رخ می­‌دهد. برخی شرایط نظیر محیط‌­های بدون جاذبه، کم شدن جریان خون در بافت­‌ها، تغذیه ناکافی و قطع عصب یک عضله به‌عنوان دلایل آتروفی عضلانی نام برده شدند [1]. آتروفی عضلانی زمانی اتفاق می‌­افتد که تخریب پروتئین بیش از سنتز آن باشد. ضعف و آتروفی عضلانی می­‌تواند به کیفیت پایین زندگی منجر شود. همچنین آتروفی عضلانی می‌­تواند باعث ایجاد ناتوانی در انجام کارهای روزانه، خستگی و برخی از بیماری­‌ها نظیر پوکی استخوان و دیابت شود [2]. 
عضله اسکلتی با توجه به سطح فعالیت خود از‌طریق تغییر در توده عضله، بیان پروتئین‌­های عضلانی و تغییر در نوع تار ازنظر انقباضی و متابولیک سازگار می­‌شود. شواهد پژوهشی نشان می‌‌دهد دسته­‌ای از رویدادها در عضله اسکلتی اتفاق می‌‌افتد تا بتوانند تعادل خالص پروتئینی را حفظ کنند [3]. عضله اسکلتی شکل‌­پذیری بسیار بالایی در پاسخ به بارهای مکانیکی دارد. مطالعات نشان داد بی‌­بار کردن مکانیکی در جوندگان موجب کاهش توده عضلانی، سطح مقطع عرضی میوفیبریل­‌ها و تولید نیرو می­‌شود [3‌، 4]. بنابراین شناخت سازوکار­های درگیر در آتروفی عضله به توسعه روش­‌های درمانی جدید برای مقابله با آتروفی عضلانی ناشی از بی‌­تحرکی کمک خواهد کرد.
در آتروفی عضلانی بیان دسته‌­ای از ژن­‌ها به نام آتروژین، افزایش می‌یابد. این ژن­‌ها اجزای سیستم یوبیکوئیتین پروتئازوم هستند که برای تجزیه انتخابی پروتئین­‌های تنظیمی و ساختاری سازوکار فراهم می­‌آورند [5]. اگرچه مسیرهای اصلی تجزیه پروتئین‌­ها توسط کالپین‌­ها، کاسپیزها، مسیر اتوفاژی‌لیزوزومی و مسیر یوبیکوئیتین پروتئازوم واسطه‌­گری می­‌شود، با‌این‌حال تجزیه پروتئین­‌ها به‌­واسطه سیستم یوبیکوئیتین پروتئازوم نقش بسیار مهمی در آتروفی عضلانی دارد [6]. 
گزارش شده است که در شرایط مختلف آتروفی عضلانی، ژن‌های ژن‌های مورف-1 و ام‌ای‌اف-باکس (آتروژین-1) در مدل­‌های حیوانی و انسانی به­‌صورت افزایشی تنظیم می­‌شوند [7]. این ژن­‌ها، لیگازهای یوبیکوئیتین‌E3  را رمزگذاری می­‌کنند، در‌حالی‌که در شرایط طبیعی به‌نظر می‌رسد موش­‌های صحرایی بدون مورف-1‌ و آتروژین-1 از‌نظر فنوتیپ با انواع معمولی آن­‌ها یکسان هستند، با‌این‌حال بعد از عصب‌­برداری، این حیوانات در مقابل آتروفی عضلانی اندکی از خود محافظت نشان می‌­دهند [8]. 
محققان، برخی سازوکارهای آتروفی عضلانی را پیشنهاد دادند. برای مثال، فاکتور رونویسی FOXO3a می‌­تواند به توالی DNA در ناحیه پروموتور آتروژین-1 و بنیپ3 ‌ متصل شود [9]. فعال شدن این ژن­‌ها به­‌وسیله FOXO3a، همراه با دیگر فاکتورهای مایوژنیک موجب شروع آتروفی عضلانی می­‌شود [10]. از‌سوی‌دیگر، فاکتور شبه رشدی انسولین از‌طریق مسیر پروتئین کیناز B-هدف پستانداران راپامایسین نقش مهمی در سنتز پروتئین‌­های عضلات اسکلتی ایفا می‌­کند [11] و غیرفعال شدن این مسیر می‌­تواند منجر به آتروفی عضلانی شود. همچنین غیرفعال شدن مسیر IGF1-PI3K-AKT با افزایش سطوح آتروژین-1 و مورف-1 در ارتباط است [12].
در مورد تأثیر تمرینات مختلف ورزشی بر بیان ژن­‌های  آتروژین-1 و مورف-1 نتایج متناقضی وجود دارد. نشان داده شده  است 8 هفته تمرین مقاومتی با شدت 85 تا 95 درصد 1 تکرار بیشینه، میزان مورف-1 و آتروژین-1 را در مرحله هایپرتروفی، افزایش، اما در مرحله آتروفی کاهش می­‌دهد [13]. از‌سوی‌دیگر، نلو ایدی زانچی و همکاران نشان دادند به دنبال 1 دوره 3‌ ماهه تمرین مقاومتی، بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 در گروه تمرین مقاومتی کاهش می‌­یابد [14]. هنریک ماسچر و همکاران در پژوهش خود پس از 1 جلسه تمرین مقاومتی در بیان اسید ریبونوکلئیک پیام‌رسان مورف-1 افزایش معناداری مشاهده کردند. با‌این‌حال در پژوهش آن­‌ها در بیان اسید ریبونوکلئیک پیام‌رسان آتروژین-1 تغییر معنا­داری دیده نشد [15].
از‌سوی‌دیگر، گزارش شده که 1 جلسه فعالیت استقامتی نسبت به فعالیت مقاومتی، در افرادی که به مدت 10 هفته تحت تمرین (استقامتی یا مقاومتی) بوده‌­اند، بیان پروتئین‌­های مورف-1 و آتروژین-1 را افزایش می­‌دهد [16]. بر‌این‌اساس، به‌نظر می­‌رسد که تنظیم مورف-1 و آتروژین-1 به نوع و شدت تمرین بستگی دارد. در‌مجموع و با توجه به این یافته‌­ها می‌­توان گفت ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 نشانگرهای معتبری برای آتروفی عضلانی هستند. 
با‌این‌حال، در زمینه تأثیر کاهش فعالیت بدنی پس از تمرین ورزشی بر میزان آتروفی عضلانی، اطلاعات جامعی در دسترس نیست. روش کاهش فعالیت بدنی به‌­وسیله بستن عصب نخاعی سبب آتروفی عضلانی و کاهش توده عضلانی می‌شود [17] و احتمالاً بیان ژن­‌های مؤثر در آتروفی عضلانی را تحت تأثیر قرار می‌­دهد. 
در‌نتیجه در پژوهش حاضر، اثر کاهش فعالیت بدنی پس از یک دوره تمرین مقاومتی، استقامتی و ترکیبی بر بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 به‌عنوان عوامل محرک آتروفی عضلانی بررسی شد و پژوهشگران به‌دنبال پاسخ به این سؤال بودند که آیا پروتئین‌­های مورف-1 و آتروژین-1 در دوره بی­‌تمرینی نقش خواهند داشت و آیا سازگاری احتمالی ایجاد‌شده در اثر تمرین ورزشی می­‌تواند در پیشگیری یا کاهش آتروفی عضلانی ناشی از کاهش فعالیت بدنی در عضله نعلی موش‌­های صحرایی مؤثر باشد؟
مواد و روش‌­ها
این مطالعه از نوع بنیادی و به روش تجربی بر روی 30 سر موش صحرایی 8‌ هفته‌­ای نر بالغ از نژاد ویستار در محدوده وزنی 250±20 گرم در دانشگاه علوم‌پزشکی کرمان انجام شد. برای آشنایی با محیط حیوان­‌خانه، حیوانات پس از خریداری در شرایط دمایی 22±4 درجه سانتی‌­گراد و تحت چرخه 12:12 ساعت تاریکی‌روشنایی در آزمایشگاه حیوانات نگهداری و با غذای ویژه و آب تغذیه می­‌شدند.  موش‌­های صحرایی به‌طور تصادفی به 4 گروه تقسیم شده و هر روز به وضعیت بهداشتی آن­‌ها رسیدگی می‌­شد. حیوانات در سراسر دوره پژوهش توسط 2 نفر جابه­‌جا و دستکاری شد و تمام فرایندهای پژوهش حاضر مطابق با اصول اخلاقی کار با حیوانات که توسط کمیته اخلاق دانشگاه بررسی و تأیید شده بود، انجام شد.
گروه­‌های پژوهش
نمونه­‌های حیوانی به‌طور تصادفی به 4 گروه تقسیم شدند. تقسیم­‌بندی گروه‌­ها به این صورت بود: 1. گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی (7=n)، 2. گروه تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی (7=n)، 3. گروه تمرین استقامتی/کاهش فعالیت بدنی (8=n) و 4. گروه تمرین مقاومتی/کاهش فعالیت بدنی (8=n). گروه‌­های تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی، تمرین استقامتی/کاهش فعالیت بدنی و تمرین مقاومتی/کاهش فعالیت بدنی 6 هفته در برنامه تمرینی مخصوص خود (تمرین مقاومتی، استقامتی و ترکیبی) شرکت کردند. حیوانات گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی در این مدت هیچ‌گونه فعالیت ورزشی انجام ندادند. پس از این مدت، پروتکل کاهش فعالیت بدنی 4 هفته بر روی گروه‌­های پژوهش اجرا شد. در پایان، موش‌­های صحرایی تشریح شدند و بافت­‌برداری برای انجام آزمایشات سلولی و مولکولی به‌عمل آمد.

پروتکل تمرین استقامتی
در آغاز و پیش از برنامه تمرین اصلی، حیوانات گروه تمرین استقامتی/کاهش فعالیت بدنی به­‌منظور آشناسازی، 5 روز در هفته، 10 تا 15 دقیقه و با سرعت 10 متر در دقیقه روی نوارگردان مخصوص جوندگان راه رفتند. برای تمرین استقامتی در پژوهش حاضر از شدت تمرینی متوسط (60 تا 70 درصد اکسیژن مصرفی بیشینه) استفاده شد. بدین‌صورت که گروه تمرین استقامتی/کاهش فعالیت بدنی روی نوارگردان 6 هفته و هر هفته 4 جلسه در معرض تمرین استقامتی قرار گرفتند. سرعت و مدت تمرین به‌تدریج افزایش می­‌یافت (جدول شماره 1). 

برای رسیدن سازگاری­‌های به‌دست‌آمده به حالت یکنواخت، تمام متغیرهای تمرینی در هفته پایانی (هفته ششم) ثابت نگه داشته شد [18]. برای تبدیل سرعت نوارگردان به اکسیژن مصرفی بیشینه از روش مطالعه هویدال و همکاران استفاده شد. بر‌این‌اساس، هر موش صحرایی ابتدا ۱۰ دقیقه و با سرعت ۱۰ متر بر دقیقه و شیب ۱۰ درجه مرحله گرم‌کردن را سپری کرد. سپس آزمون فزاینده ورزشی آغاز شد. در این مرحله، شیب نوارگردان ثابت و ۲۵ درجه بود. هر 2 دقیقه سرعت نوارگردان 0/03 متر بر ثانیه (حدود 8-1/2 متر بر دقیقه) به‌طور خودکار افزایش یافت تا زمانی که موش صحرایی قادر به ادامه فعالیت ورزشی نبود. ملاک توانایی نداشتن برای ادامه فعالیت، 3 بار افتادن روی شوک یا خروج از نوارگردان بود. مدت زمان فعالیت، کل فاصله دویده‌شده، سرعت نهایی کسب‌شده، میزان کار انجام‌شده ‌و لاکتات خون برای هر موش محاسبه شد. سپس میزان VO2peak طبق فرمول 1-Y=162x به‌­دست آمد (Vo2=Y پاسخ (per min ^0/75 ml/kg)؛ x= سرعت دویدن (m/s)) [19].تمرین مقاومتی
در مرحله آشنایی با تمرین مقاومتی، موش­‌های صحرایی گروه تمرین مقاومتی/کاهش فعالیت بدنی 3 روز و هر روز 10 تا 15 دقیقه با روش چگونگی صعود از نردبان آشنا شدند. تمرین مقاومتی به این صورت بود که وزنه‌­های مورد‌نظر از‌طریق سیلندر به دم حیوان متصل شد و حیوان در این حالت از نردبان بالا می‌‌رفت. این تمرین 6 هفته و به‌صورت صعود همراه با وزنه از نردبان 1 متری و با شیب 85 درجه انجام می‌­شد. جلسات تمرینی در 2 نوبت صبح (ساعت 9) و عصر (ساعت 2) و هر 3 روز 1 بار انجام می­‌شد. 
موش‌­های صحرایی در هر جلسه، 3 سِت 5 تکراری انجام می‌دادند. فاصله استراحتی بین سِت­‌ها، 2 دقیقه و بین تکرارها 1 دقیقه بود. در مواقع ضروری از شوک الکتریکی (0/3-0/2 میلی‌آمپر) برای تحریک موش­‌های صحرایی به بالا رفتن از نردبان استفاده می‌شد. نحوه افزایش بار بدین‌صورت بود که در هفته اول 50 درصد وزن بدن حیوان استفاده شد و افزایش تدریجی بار در طول برنامه تمرینی اعمال می­‌شد [20].
تمرین ترکیبی
برنامه تمرین ترکیبی بدین‌صورت بود که حیوانات گروه تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی به‌صورت ترکیبی، 3 هفته تمرین استقاومتی و 3 هفته تمرین مقاومتی را انجام می­‌دادند. مرحله آشناسازی هم به‌صورتی که در برنامه تمرین استقامتی و مقاومتی توضیح داده شد، برای این گروه اعمال شد.
پروتکل کاهش فعالیت بدنی با استفاده از مدل لیگاسیون عصب نخاعی
مدل لیگاسیون عصب نخاعی روشی است که به‌­طور گسترده برای مطالعه ساز‌و‌کارهای درد نوروپاتیک، تأثیر داروها و رفتارهای مرتبط با درد استفاده می­‌شود. برای ایجاد این مدل، ابتدا موش‌های صحرایی با سدیم پنتوباربیتول (60 میلی­‌گرم در هر کیلوگرم وزن بدن به­‌صورت درون‌­صفاقی) بیهوش شدند و سپس عصب پنجم کمری نخاعی آن­‌ها بر‌اساس روش کیم و چانگ [21] به‌­طور محکم گره زده ­شد. مدت پروتکل کاهش فعالیت بدنی، 4 هفته بود. به‌­طور خلاصه در این روش، پس از اطمینان از بیهوشی حیوان، عضلات بین‌­مهره‌­ای در سطح مهره چهارم کمری و دوم خاجی جدا و زائده عرضی مهره ششم کمری برداشته شد. سپس عصب پنجم کمری سمت چپ نخاع مشخص و با ظرافت خاصی از اعصاب مجاور جدا­ شد. عصب پنجم کمری به‌­طور محکم با استفاده از نخ مخصوص (ساخت کشور ژاپن)، دقیقاً در انتهای دیستال جهت اطمینان از ایجاد اختلال در تمام فیبرها گره زده شد. این روش جهت جلوگیری از آسیب به عصب چهارم کمری، با دقت بسیار بالایی انجام شد. در گروه کنترل نیز پوست و عضله در ناحیه بالای ران برش داده شد و پس از نمایان شدن عصب سیاتیک، پوست و عضله بدون دستکاری عصب با نخ بخیه 0/4 سیلک بخیه زده شد.
روش استخراج بافت
حیوانات پس از 14 روز قرار گرفتن در شرایط تعلیق، با استفاده از کلروفرم بیهوش و بلافاصله وزن‌­کشی شدند و سپس در شرایط کاملاً استریل و با استفاده از تیغ جراحی و ایجاد برش در قسمت خلفی ساق پای حیوانات، عضله نعلی با قطع تاندون پروگزیمال و دیستال استخراج شد و با ترازوی آزمایشگاهی (دقت 0/0001؛ AND مدل GR ساخت کشور ژاپن) وزن شده و بلافاصله در نیتروژن مایع منجمد و تا انجام آزمایشات سلولی و مولکولی در فریزر نگهداری شد.
استخراج RNA و سنتز cDNA
حدود 50 میلی­‌گرم بافت عضله نعلی برای استخراج توتال آر ان ای به نسبت 1 به 10 در معرف کیازول لیزیز هموژن شد. به‌منظور برداشتن اجزای پروتئینی، محصول در دمای C° 4، 10 دقیقه، 12000 دور سانتریفیوژ شد. سپس به نسبت 1 به 5/0 با کلروفرم مخلوط و 15 ثانیه به‌شدت تکان داده شد. محصول در C° 4، 15 دقیقه، 12000 دور سانتریفیوژ و بخش معدنی و آبی از هم جدا شد. سپس بخش محتوای RNA برداشته و با نسبت 1 به 0/5 با ایزوپروپانول مخلوط و 10 دقیقه در دمای اتاق رها و سپس در C° 4، 10 دقیقه، 12000 دور سانتریفیوژ شد. در ادامه، پلت حاوی RNA در اتانول شست‌وشو و در 20 میکرولیتر آب RNAS-Free حل شد. 
همچنین غلظت RNA (با استفاده از دستگاه اپندورف آلمان) سنجیده و نسبت 260 به 280 بین 1/8 تا 2 به‌عنوان تخلیص مطلوب تعریف شد. سنتز cDNA با استفاده از یک میکروگرم از RNA و با استفاده از کیت سنتز cDNA ساخت فرمنتاز و آنزیم MMulv انجام شد.
ریل تایم پی‌سی‌آر
اندازه‌گیری سطوح بیان ژن­‌های مرتبط به‌وسیله روش پی‌سی‌آر کمّی با استفاده از پریمیکس سایبر گرین-2 انجام شد (بیوسیستم‌های کاربردی USAA). مخلوط واکنش در حجم نهایی 20 میکرولیتر و هر واکنش به‌صورت تکراری  انجام شد. شرکت ماکروژن طراحی پرایمرها را بر‌اساس اطلاعات ژن‌ها در بانک ژنی مرکز ملی اطلاعات بیوتکنولوژی انجام داد. توالی پرایمرهای استفاده‌شده در پژوهش در جدول شماره 2 گزارش شده‌است. در ضمن از بتا اکتین  به‌عنوان ژن کنترل استفاده شد. برنامه دمایی استفاده‌شده در ریل تایم پی‌سی‌آر شامل: C°95، 10 دقیقه، C°95، 15 ثانیه، C°60، 1 دقیقه (تکرار 40 چرخه) است. میزان بیان ژن‌های موردنظر نیز با روش CT∆∆-2 اندازه‌گیری شد.

روش آماری
از آمار توصیفی برای توصیف داده‌­ها و از آمار استنباطی جهت آزمون فرضیه­‌های پژوهش استفاده شد. در بخش آمار استنباطی برای بررسی طبیعی بودن داده‌­ها و نیز همگن بودن واریانس­ها به‌ترتیب آزمون­‌های کولموگروف‌اسمیرنف و لوِن استفاده شد. پس از احراز این مفروضه‌­ها، جهت تعیین معناداری تفاوت در بیان ژن­‌ها از آزمون تحلیل واریانس دوراهه و آزمون­ تعقیبی توکی در سطع معناداری 0/05 و با نرم‌افزار‌SPSS  نسخه 20 استفاده شد.
یافته‌ها
نتایج تغییرات بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 در گروه‌‌های پژوهشی در تصاویر شماره 1 و 2 نشان داده شده‌‌است. نتایج تجزیه‌و‌تحلیل آماری نشان داد میزان بیان ژن مورف-1 در گروه تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی نسبت به گروه کنترل/ اهش فعالیت بدنی و همچنین در گروه تمرین مقاومتی/کاهش فعالیت بدنی نسبت به گروه کنترل / کاهش فعالیت بدنی به‌طور معناداری کمتر است (001/P<0). با‌این‌حال، سایر گروه­‌های پژوهش با یکدیگر تفاوت معناداری نداشتند. از‌سوی‌دیگر، در مورد ژن آتروژین-1، نتایج نشان داد تنها گروه تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی نسبت به گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی کاهش معنا­داری دارد (001/P<0) و تفاوت میان دیگر گروه‌­های پژوهش معنا­دار نبود.

بحث
کاهش فعالیت بدنی و بی­‌تحرکی از دلایل اصلی ایجاد آتروفی عضلانی است. پژوهش حاضر جزء معدود بررسی‌­هایی است که نقش کاهش فعالیت بدنی به شیوه لیگاسیون عصب نخاعی را بر بیان ژن‌­های مورف-1 و آتروژین-1 به‌عنوان مهم‌ترین شاخص‌های آتروفی عضلانی پس از یک دوره تمرین ورزشی ارزیابی کرد. در پژوهش پیش‌رو، ایجاد مدل کاهش فعالیت بدنی به افزایش پاتولوژیک در بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 در گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی منجر شد. 
علاوه‌بر‌این، نتایج این پژوهش نشان­‌دهنده کاهش بیان ژن مورف-1 در گروه­‌های تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی و تمرین مقاومتی/کاهش فعالیت بدنی و همچنین کاهش بیان ژن آتروژین-1 در گروه­ تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی نسب به گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی بود. از‌سوی‌دیگر، کاهش بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 در گروه تمرین استقامتی/کاهش فعالیت بدنی نسبت به گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی مشاهده شد، اما معنادار نبود. 
این یافته‌­ها نشان می­‌دهد تمرین ترکیبی و مقاومتی نسبت به تمرین استقامتی به تعدیل بیان افزایش‌­یافته ژن‌‌های مورف-1 و آتروژین-1 منجر می­‌شود و عامل بسیار مهمی در پیشگیری از آتروفی عضلانی ناشی از کاهش فعالیت بدنی است. از ساز‌و‌کارهای ناشی از تمرین مقاومتی که باعث رشد عضلانی و پیشگیری از آتروفی عضلانی می‌شود، می­‌توان به فعال‌سازی مسیر هدف پستانداری راپامایسین-پروتئین کیناز B یاAKT- و شبه انسولین-1 اشاره کرد [22]. همچنین در آتروفی عضلانی ناشی از عدم فعالیت، مسیرهدف پستانداری راپامایسین-پروتئین کیناز B یاAKT- و شبه انسولین-1 یکی از مسیرهای سیگنالینگ مهم است و نقش مهمی در سنتز پروتئین دارد. بیان شد مهار مسیر هدف پستانداری راپامایسین-پروتئین کیناز B یاAKT- موجب بیان افزایشی FoxO و تخریب پروتئین در بافت عضلانی می‌‌شود [12]. 
معکوس شدن مسیرهای آتروفیک در اثر تمرین مقاومتی به خوبی اثبات شده ‌است. گزارش شده است 12 هفته تمرین مقاومتی در موش­ صحرایی منجر به فعال­‌سازی مسیر پروتئین کیناز B یا AKT  می­‌شود [23]. از‌سوی‌دیگر، مهار مسیر IGF1-PI3K-AKT با افزایش بیان ژن‌­های مورف-1 و آتروژین-1 در ارتباط است [12، 24]. در این مورد پیشنهاد شده است که در شرایط آنابولیک، پروتئین کیناز B یا AKT به سرکوب FoxO منجر می­‌شود و در‌نتیجه آتروفی عضلانی نیز مهار می‌‌شود. در مدل­‌های حیوانی نشان داده شد بیش‌فعالی FoxO سبب کاهش حجم عضلانی شده و به‌­نظر می‌­رسد با افزایش مورف-1 و آتروژین-1  در ارتباط است [25]. 
از‌سوی‌دیگر، گزارش شد چنانچه میزان بیان شبه انسولین-1 افزایش یابد، فسفوریلاسیون پروتئین کیناز B یا AKT در عضله بی‌تحرک افزایش یافته و این امر به پیشگیری از تحلیل توده عضلانی منجر می‌شود [26]. همچنین نشان داد تمرین مقاومتی با کاهش بیان ژن مورف-1 و آتروژین-1 از آتروفی عضلانی جلوگیری می‌کند [27]. از دیگر سازوکار­های پیشنهادی مرتبط با تمرین مقاومتی که به افزایش توده عضلانی منجر می‌شود، بیان گیرنده فعال‌شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا است که فاکتورهای مربوط به هایپرتروفی عضله اسکلتی را تنظیم و هماهنگ می‌کند [28].
بیان گیرنده فعال‌شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا تا حد زیادی از آتروفی عضلات در برابر شرایط گرسنگی، بی­‌باری مکانیکی و قطع عصب جلوگیری می­‌کند. این اثر محافظتی می‌­تواند نشان دهد چگونه تمرینات مقاومتی با القای بیان بیان گیرنده فعال‌شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا می‌­تواند باعث حفظ توده عضلانی و به تأخیر افتادن آتروفی عضلانی شود [29]. عملکرد مهم بیان گیرنده فعال‌شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا در تأثیرگذاری بر اندازه تارهای عضلانی و مهار آتروفی، نقش تثبیت‌شده آن را در تعیین نوع تار عضلانی [30]، محتوای میتوکندریایی و ظرفیت اکسیداتیو [31] و همچنین سایر سازگاری‌­های ناشی از فعالیت­‌های ورزشی [32] تکمیل می‌کند. هرچند در پژوهش حاضر به بررسی تغییرات بیان گیرنده فعال‌شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا پرداخته نشد، با‌این‌حال بیان شد بیان گیرنده فعال‌شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا به‌عنوان یک حسگر اصلی فعالیت عضلانی عمل می­‌کند و به‌نظر می­‌رسد کاهش بیان آن، نقش مهمی در افزایش بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1 دارد [33].
در پژوهش‌­های انجام‌شده، سازوکارهای ناشی از تمرین استقامتی بر فاکتورهای مرتبط با آتروفی عضلانی به خوبی نشان داده شده است. مرادی و همکاران نشان دادند 8 هفته تمرین استقامتی با افزایش بیان ژن­‌های مورف-1 و آترژین-1 می‌تواند منجر به آتروفی در عضلات شود [27]. در این راستا، به نقش پروتئین‌‌های پروتئین جعبه سرچنگالی  در ایجاد آتروفی عضلانی اشاره شده ‌است. مطالعات اخیر نشان داد پروتئین جعبه سرچنگالی1 ‌و پروتئین جعبه سرچنگالی3 ‌در سازگاری عضلات اسکلتی ناشی از تمرینات استقامتی نقش دارند. برای مثال، نشان داده شد بیان ژن پروتئین جعبه سرچنگالی3 ‌پس از یک دوی ماراتن افزایش می‌­یابد. 
همچنین مطابق با این یافته، گزارش شد برخی از مارکرهای اتوفاژیک، سطوح mRNA MuRF1 و فعالیت زیرواحد β2 پروتئازوم پس از تمرین استقامتی طولانی‌­مدت افزایش می‌یابد. برخی از این سازگاری‌ها هنگام فعالیت استقامتی با شدت متوسط نیز رخ می‌­دهد. بر‌این‌اساس، افزایش مسیرهای کاتابولیک تنظیم‌شده توسط پروتئین جعبه سرچنگالی1 ‌و پروتئین جعبه سرچنگالی3 می­‌تواند اسیدهای آمینه را به‌عنوان یک بستر انرژی جایگزین در طول تمرین استقامتی فراهم کند و به کاهش میزان پروتئین‌­های عضلانی منجر شود [34]. 
علاوه‌بر‌این، نتایج سایر تحقیقات نیز نشان می­‌دهد سطح  مورف-1 و آتروژین-1 و همچنین فعالیت پروتئازوم­‌ها (کالپین و کاتپسین) بلافاصله پس از تمرین استقامتی افزایش می­‌یابد [27]. با‌این‌حال، در برخی پژوهش‌­ها عنوان شد تمرین استقامتی باعث تنظیم کاهشی بیان ژن مورف-1 و آتروژین-1 در شرایط دیابت می‌شود. در موش­‌های صحرایی دیابتی نشان داده شد 8 هفته تمرین استقامتی به کاهش بیان مورف-1 و آتروژین-1 منجر می‌­شود و این کاهش‌­ها مرتبط با کاهش استرس اکسیداتیو ناشی از تمرین استقامتی است [35]. 
این یافته‌ها در تضاد با یافته‌­های پژوهش حاضر است. از دلایل این تناقض می‌­توان به دیابتی بودن آزمودنی­‌های پژوهش مذکور اشاره کرد، چراکه نشان داده شد دیابت به‌صورت پاتولوژیک، به افزایش بیان ژن مورف-1 و فعالیت ورزشی استقامتی باعث کاهش آن منجر می‌­شود [36].
گزارش شد بیان آتروژین-1 به‌طور مستقل از نوع تمرین (استقامتی یا مقاومتی) افزایش می­‌یابد، اما بیان مورف-1 تنها پس از تمرین استقامتی افزایش می‌­یابد و نه تمرین مقاومتی. همچنین پیشنهاد شد سیگنال­‌های داخل سلولی ناشی از تمرینات استقامتی و مقاومتی به تنظیم افزایشی نشانگرهای مولکولی مسیر یوبیکوئیتین پروتئازوم منجر می­‌شود که این افزایش‌­ها در تمرینات استقامتی بیشتر است. این نتایج نشان می­‌دهد سازگاری­‌های ناشی از تمرینات استقامتی نسبت به تمرینات مقاومتی، بیشتر به فرایندهای تخریب پروتئین در مسیر یوبیکوئیتین پروتئازوم متکی است. افزایش کلی ناشی از تمرین استقامتی و مقاومتی در میزان مورف-1 و آتروژین-1 نشان می­‌دهد این سیستم­‌ها منحصراً به فرایندهای آتروفی محدود نمی‌­شوند، اما ممکن است برای تغییر و تبدیل پروتئین‌­ها و سازگاری با تمرینات ورزشی مهم باشند [16].
پاسخ‌­های پروتئولیتیک عضله اسکلتی به تمرین مقاومتی معمولاً در افراد تمرین‌کرده نسبت به افراد غیر‌فعال کمتر دیده می‌شود [37]. از‌سوی‌دیگر، تمرین استقامتی ممکن است به‌شدت کاتابولیک باشد، به­‌ویژه پس از جذب مواد غذایی، چرا‌که احتمالاً پروتئولیزها هنگام انجام تمرین استقامتی افزایش می­‌یابند تا از انرژی مورد‌نیاز عضلات اسکلتی فعال حمایت شود [38]. برخی از پژوهشگران پاسخ اتوفاژی لیزوزومال و واسطه‌­های یوبیکوئیتین پروتئازوم به تمرین استقامتی را بررسی کردند. برای مثال، تنظیم افزایشی بیان ژن کاتپسین-ال (آنزیم اتوفاژی) پس از 1 جلسه تمرین استقامتی سنگین (200 کیلومتر) در مقایسه با حالت استراحتی مشاهده شده‌است. 
این یافته­‌ها با افزایش هم‌زمان در بیان اجزای یوبیکوئیتین پروتئازوم، به­‌ویژه مورف-1 و آتروژین-1 همراه بود [39]. لوئیس و همکاران نشان دادند بیان مورف-1 و آتروژین-1 طی 4 ساعت اول ریکاوری پس از تمرین استقامتی به‌صورت افزایشی تنظیم می­‌شود. این پاسخ، یک پاسخ پروتئولیتیک قوی­‌تر نسبت به پاسخ‌­های مشاهده‌شده پس از تمرین مقاومتی بود [40]. تناقض‌­های موجود در یافته‌­های پژوهشی می‌­تواند با مدت‌زمان، نوع و شدت تمرین و همچنین روش‌­های ارزیابی متغیرها مرتبط باشد.
در پژوهش حاضر بیان ژن­‌های مورف-1 و آتروژین-1در گروه تمرین ترکیبی/کاهش فعالیت بدنی نسبت به گروه کنترل/کاهش فعالیت بدنی، کاهش معناداری داشت که نشان‌دهنده تأثیر این شیوه تمرینی در پیشگیری از شرایط آتروفیک ناشی از کاهش فعالیت بدنی است. از سازو‌کارهای احتمالی ناشی از تمرین ترکیبی بر رشد عضلانی و همچنین پیشگیری از آتروفی، می­‌توان به اثرات ضدالتهابی و افزایش سنتز پروتئین عضلانی در اثر این‌گونه تمرینات اشاره کرد [41]. 
در پژوهش بالدوسی و همکاران نشان داده شد مشارکت منظم در تمرینات ترکیبی با کاهش سایتوکین­‌های التهابی سیستمیک، از‌جمله IL-6 و TNF-α در مقایسه با تمرین استقامتی، بیشترین اثرات ضدالتهابی را دارد [42]. همچنین ساز‌و‌کارهای سلولی و مولکولی وجود دارد که زمینه‌ساز تأثیر تمرینات ورزشی بر متابولیسم پروتئین هستند. تمرین ترکیبی می­‌تواند سنتز پروتئین عضلانی را مستقیماً از‌طریق مسیر وابسته به فسفاتیدیلینوزیتول-3-کیناز، پروتئین کینازB و هدف پستانداران راپامایسین تسریع کند. فعال­‌سازی پروتئین کینازB، بیان پروتئین جعبه سرچنگالی‌‌   آبشار سیگنالینگ پایین‌­دست آن را مهار می­‌کند. از‌طرف‌دیگر، ممکن است کاهش سایتوکین­‌های التهابی در اثر تمرین ترکیبی، تخریب پروتئین عضلانی را کاهش دهد و به مهار آبشارهای سیگنالینگ وابسته به پروتئین جعبه سرچنگالی FOXO از‌جمله رونویسی آتروژین و فعال‌‌سازی سیستم یوبیکویتین‌پروتئازوم منجر شود. در‌نتیجه، تعادل پروتئین در عضله اسکلتی مثبت خواهد بود و آتروفی عضلانی کاهش می‌­یابد [41].
نتیجه‌گیری
با توجه به یافته‌­های پژوهش حاضر به‌نظر می‌­رسد موش‌‌های صحرایی که در برنامه تمرینی آن‌ها، تمرین مقاومتی (گروه تمرین مقاومتی و گروه تمرین ترکیبی) وجود داشت نسبت به گروهی که تنها تمرین استقامتی انجام دادند در برابر آتروفی ناشی از کاهش فعالیت بدنی مقاوم­‌تر هستند. این نتایج نشان می‌­دهد تمرین مقاومتی، عامل مهمی در پیشگیری از افزایش بیان ژن­‌های درگیر در آتروفی عضلانی ناشی از کاهش فعالیت بدنی است. 
بر‌این‌اساس پیشنهاد می‌شود این نوع تمرینات در برنامه­‌های توان‌بخشی بیماران و نیز افرادی که به هر دلیلی دچار کاهش فعالیت بدنی شدند، گنجانده شود. تعیین سازوکارهای دقیق در این زمینه، نیازمند بررسی‌های بیشتری است.
 از محدودیت‌­های این پژوهش می­‌توان به اندازه‌­گیری نشدن فاکتورهایی مانند رشد پروتئین کینازB، شبه انسولین-1، گیرنده فعال شده با تکثیرکننده پراکسی زوم، کواکتیواتور گاما 1-آلفا و که نقش مهمی در آتروفی عضلانی دارند، اشاره کرد.
ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
در اجرای پژوهش، ملاحظات اخلاقی مطابق با دستورالعمل کمیته اخلاق دانشگاه علوم‌پزشکی کرمان در‌نظر گرفته شده و کد اخلاق به شماره IR.KMU.REC.1399.190 دریافت شده ‌است.
حامی مالی
این مقاله برگرفته از پایان‌نامه دکتری مهدی مداحی با راهنمایی رضا قراخانلو و مشاوره محمد‌علی آذربایجانی در گروه فیزیولوژی ورزشی، واحد تهران مرکزی، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران است. 
مشارکت نویسندگان
تمام نویسندگان در آماده‌­سازی این مقاله مشارکت یکسان داشته‌­اند.
تعارض منافع
بنابر اظهار نویسندگان، این مقاله تعارض منافع ندارد.
تشکر و قدردانی
نویسندگان این پژوهش از کارکنان مرکز تحقیقات فیزیولوژی و علوم اعصاب دانشگاه علوم‌پزشکی کرمان صمیمانه سپاس‌گزاری می­‌کنند.

References

1. Sun D, Liu P, Cheng J, Ma Z, Liu J, Qin T. Correlation between intervertebral disc degeneration, paraspinal muscle atrophy, and lumbar facet joints degeneration in patients with lumbar disc herniation. BMC Musculoskeletal Disorders. 2017; 18(1):167. [DOI:10.1186/s12891-017-1522-4] [PMID] [PMCID]
2. Fanzani A, Conraads VM, Penna F, Martinet W. Molecular and cellular mechanisms of skeletal muscle atrophy: An update. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 2012; 3(3):163-79. [DOI:10.1007/s13539-012-0074-6][PMID][PMCID]
3. Gao Y, Arfat Y, Wang H, Goswami N. Muscle atrophy induced by mechanical unloading: Mechanisms and potential co Frontiers in Physiology. 2018; 9:235. [DOI:10.3389/fphys.2018.00235][PMID][PMCID]
4. Zhang Z-K, Jie L, Jin L, Baosheng G, Leung A, Zhang G, et al. Icaritin requires phosphatidylinositol 3 kinase (PI3K)/Akt signaling to counteract skeletal muscle atrophy following mechanical unloading. Scientific Reports. 2016; 6:20300. [DOI:10.1038/srep20300][PMID][PMCID]
5. Kitajima Y, Yoshioka K, Suzuki N. The ubiquitin-proteasome system in regulation of the skeletal muscle homeostasis and atrophy: From basic science to disorders. The Journal of Physiological Sciences. 2020; 70(1):1-12. [DOI:10.1186/s12576-020-00768-9][PMID]
6. Bialek P, Morris C, Parkington J, St. Andre M, Owens J, Yaworsky P, et al. Distinct protein degradation profiles are induced by different disuse models of skeletal muscle atrophy. Physiological Genomics. 2011; 43(19):1075-86. [DOI:10.1152/physiolgenomics.00247.2010][PMID][PMCID]
7. Kang S-H, Lee H-A, Kim M, Lee E, Sohn UD, Kim I. Forkhead box O3 plays a role in skeletal muscle atrophy through expression of E3 ubiquitin ligases MuRF-1 and atrogin-1 in Cushing’s syndrome. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2017; 312(6):E495-507. [DOI:10.1152/00389.2016][PMID]
8. Bodine SC, Latres E, Baumhueter S, Lai VK-M, Nunez L, Clarke BA, et al. Identification of ubiquitin ligases required for skeletal muscle atrophy. Science. 2001; 294(5547):1704-8. [DOI:10.1126/science.1065874][PMID]
9. Mammucari C, Milan G, Romanello V, Masiero E, Rudolf R, Del Piccolo P, et al. Foxo3 controls autophagy in skeletal muscle in vivo. Cell Metabolism. 2007; 6(6):458-71. [DOI:10.1016/j.cmet.2007.11.001][PMID]
10. Mañas-García L, Bargalló N, Gea J, Barreiro E. Muscle phenotype, proteolysis, and atrophy signaling during reloading in mice: Effects of curcumin on the gastrocnemius. Nutrients. 2020; 12(2):388. [DOI:10.3390/nu12020388][PMID][PMCID]
11. Bentzinger CF, Lin S, Romanino K, Castets P, Guridi M, Summermatter S, et al. Differential response of skeletal muscles to mTORC1 signaling during atrophy and hypertrophy. Skeletal Muscle. 2013; 3(1):6. [DOI:10.1186/2044-5040-3-6][PMID][PMCID]
12. Bodine SC, Baehr LM. Skeletal muscle atrophy and the E3 ubiquitin ligases MuRF1 and MAFbx/atrogin-1. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2014; 307(6):E469-84. [DOI:10.1152/ajpendo.00204.2014][PMID][PMCID]
13. Léger B, Cartoni R, Praz M, Lamon S, Dériaz O, Crettenand A, et al. Akt signalling through GSK-3beta, mTOR and Foxo1 is involved in human skeletal muscle hypertrophy and atrophy. Journal of Physiology. 2006; 576(3):923-33. [DOI:10.1113/jphysiol.2006.116715][PMID][PMCID]
14. Zanchi NE, de Siqueira Filho MA, Lira FS, Rosa JC, Yamashita AS, de Oliveira Carvalho CR, et al. Chronic resistance training decreases MuRF-1 and Atrogin-1 gene expression but does not modify Akt, GSK-3β and p70S6K levels in rats. European Journal of Applied Physiology. 2009; 106(3):415-23. [DOI:10.1007/s00421-009-1033-6][PMID]
15. Mascher H, Tannerstedt J, Brink-Elfegoun T, Ekblom B, Gustafsson T, Blomstrand E. Repeated resistance exercise training induces different changes in mRNA expression of MAFbx and MuRF-1 in human skeletal muscle. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabol 2008; 294(1):E43-51. [DOI:10.1152/ajpendo.00504.2007][PMID]
16. Stefanetti RJ, Lamon S, Wallace M, Vendelbo MH, Russell AP, Vissing K. Regulation of ubiquitin proteasome pathway molecular markers in response to endurance and resistance exercise and train Pflügers Archiv-European Journal of Physiology. 2015; 467(7):1523-37. [DOI:10.1007/s00424-014-1587-y][PMID]
17. Rahmati M, Taherabadi SJ, Mehrabi M. Decreased activity in neuropathic pain form and gene expression of cyclin-dependent kinase5 and glycogen synthase kinase-3 beta in soleus muscle of Wistar male rats. Iranian Red Crescent Medical Journal. 2015; 17(6):e23324. [DOI:10.5812/ircmj.23324][PMID][PMCID]
18. Chae C-H, Kim H-T. Forced, moderate-intensity treadmill exercise suppresses apoptosis by increasing the level of NGF and stimulating phosphatidylinositol 3-kinase signaling in the hippocampus of induced aging rats. Neurochemistry International. 2009; 55(4):208-13. [DOI:10.1016/j.neuint.2009.02.024][PMID]
19. Høydal MA, Wisløff U, Kemi OJ, Ellingsen Ø. Running speed and maximal oxygen uptake in rats and mice: Practical implications for exercise training. European Journal of Cardiovascular Prevention & Rehabilitation. 2007; 14(6):753-60. [DOI:10.1097/HJR.0b013e3281eacef1][PMID]
20. Duncan N, Williams D, Lynch Adaptations in rat skeletal muscle following long-term resistance exercise training. European Journal of Applied Physiology and Occupational Physiology. 1998; 77:372-38. [DOI:10.1007/s004210050347][PMID]
21. Kim SH, Chung JM. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 1992; 50(3):355-63. [DOI:10.1016/0304-3959(92)90041-9]
22. Foletta VC, White LJ, Larsen AE, Léger B, Russell AP. The role and regulation of MAFbx/atrogin-1 and MuRF1 in skeletal muscle atrophy. Pflügers Archiv - European Journal of Physiology. 2011; 461(3):325-35. [DOI:10.1007/s00424-010-0919-9][PMID]
23. Xu M, Chen X, Chen D, Yu B, Huang Z. FoxO1: A novel insight into its molecular mechanisms in the regulation of skeletal muscle differentiation and fiber type specification. Oncotarget. 2017; 8(6):10662-74. [DOI:10.18632/oncotarget.12891][PMID][PMCID]
24. Vechetti-Junior IJ, Bertaglia RS, Fernandez GJ, de Paula TG, de Souza RW, Moraes LN, et al. Aerobic exercise recovers disuse-induced atrophy through the stimulus of the LRP130/PGC-1α complex in aged rats. Journals of Gerontology Series A: Biomedical Sciences and Medical Sciences. 2016;71(5):601-9. [DOI:10.1093/gerona/glv064][PMID]
25. Pomiès P, Blaquière M, Maury J, Mercier J, Gouzi F, Hayot M. Involvement of the FoxO1/MuRF1/Atrogin-1 signaling pathway in the oxidative stress-induced atrophy of cultured chronic obstructive pulmonary disease myotubes. Plos One. 2016; 11(8):e0160092. [DOI:10.1371/journal.pone.0160092][PMID][PMCID]
26. Mukai R, Matsui N, Fujikura Y, Matsumoto N, Hou D-X, Kanzaki N, et al. Preventive effect of dietary quercetin on disuse muscle atrophy by targeting mitochondria in denervated mice. The Journal of Nutritional Biochemistry. 2016; 31:67-76. [DOI:10.1016/j.jnu2016.02.001][PMID]
27. Moradi Y, Zehsaz F, Nourazar MA. Concurrent exercise training and Murf-l and Atrogin-1 gene expression in the vastus lateralis muscle of male wistar rats. Apunts Sports Medicine. 2020; 55(205):21-7. [DOI:10.1016/j.apunsm.2020.02.001]
28. Ruas JL, White JP, Rao RR, Kleiner S, Brannan KT, Harrison BC, et al. A PGC-1α isoform induced by resistance training regulates skeletal muscle hypertrophy. Cell. 2012; 151(6):1319-31. [DOI:10.1016/j.cell.2012.10.050][PMID][PMCID]
29. Zhang Z, Wang B, Fei BDNF contributes to the skeletal muscle anti-atrophic effect of exercise training through AMPK-PGC1α signaling in heart failure mice. Archives of Medical Science: AMS. 2019; 15(1):214-22. [DOI:10.5114/aoms.2018.81037][PMID][PMCID]
30. Lin J, Wu H, Tarr PT, Zhang C-Y, Wu Z, Boss O, et al. Transcriptional co-activator PGC-1α drives the formation of slow-twitch muscle fibres. Nature. 2002; 418(6899):797-801. [DOI:10.1038/nature00904][PMID]
31. Wang X, Huang N, Yang M, Wei D, Tai H, Han X, et al. FTO is required for myogenesis by positively regulating mTOR-PGC-1 α pathway-mediated mitochondria biogenesis. Cell Death & Disease. 2017; 8(3):e2702. [DOI:10.1038/cddis.2017.122][PMID][PMCID]
32. Taylor EB, Lamb JD, Hurst RW, Chesser DG, Ellingson WJ, Greenwood LJ, et al. Endurance training increases skeletal muscle LKB1 and PGC-1α protein abundance: Effects of time and intensity. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2005; 289(6):E960-8. [DOI:10.1152/ajpendo.00237.2005][PMID]
33. Attaix D, Mosoni L, Dardevet D, Combaret L, Mirand PP, Grizard J. Altered responses in skeletal muscle protein turnover during aging in anabolic and catabolic periods. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 2005; 37(10):1962-73. [DOI:10.1016/j.biocel.2005.04.009][PMID]
34. Sanchez AM, Candau RB, Bernardi H. FoxO transcription factors: Their roles in the maintenance of skeletal muscle homeostasis. Cellular and Molecular Life Sciences. 2014; 71(9):1657-71. [DOI:10.1007/s00018-013-1513-z][PMID]
35. Ostler JE, Maurya SK, Dials J, Roof SR, Devor ST, Ziolo MT, et al. Effects of insulin resistance on skeletal muscle growth and exercise capacity in type 2 diabetic mouse models. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2014; 306(6):E592-605. [DOI:10.1152/ajpendo.00277.2013][PMID][PMCID]
36. Chen G-Q, Mou C-Y, Yang Y-Q, Wang S, Zhao Z-W. Exercise training has beneficial anti-atrophy effects by inhibiting oxidative stress-induced MuRF1 upregulation in rats with diabetes. Life Sciences. 2011; 89(1-2):44-9. [DOI:10.1016/j.lfs.2011.04.018][PMID]
37. Yang Y, Jemiolo B, Trappe S. Proteolytic mRNA expression in response to acute resistance exercise in human single skeletal muscle fi Journal of Applied Physiology. 2006; 101(5):1442-50. [DOI:10.1152/japplphysiol.00438.2006][PMID]
38. Norton LE, Layman DK. Leucine regulates translation initiation of protein synthesis in skeletal muscle after exercise. The Journal of Nutrition. 2006; 136(2):533S-7S. [DOI:10.1093/jn/136.2.533S][PMID]
39. Kim HJ, Jamart C, Deldicque L, Lee YH, Kim CK, Raymackers J-M, et al. Endoplasmic reticulum stress markers and ubiquitin–proteasome pathway activity in response to a 200-km run. Medicine and Science in Sports and Exercise. 2011; 43(1):18-25. [DOI:10.1249/MSS.0b013e3181e4c5d1][PMID]
40. Louis E, Raue U, Yang Y, Jemiolo B, Trappe S. Time course of proteolytic, cytokine, and myostatin gene expression after acute exercise in human skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 2007; 103(5):1744-51. [DOI:10.1152/japplphysiol.00679.2007][PMID]
41. Xia Z, Cholewa J, Zhao Y, Shang H-Y, Yang Y-Q, Araújo Pessôa K, et al. Targeting inflammation and downstream protein metabolism in sarcopenia: A brief up-dated description of concurrent exercise and leucine-based multimodal intervention. Frontiers in Physiology. 2017; 8:434. [DOI:10.3389/fphys.2017.00434][PMID][PMCID]
42. Balducci S, Zanuso S, Nicolucci A, Fernando F, Cavallo S, Cardelli P, et al. Anti-inflammatory effect of exercise training in subjects with type 2 diabetes and the metabolic syndrome is dependent on exercise modalities and independent of weight loss. Nutrition, Metabolism and Cardiovascular Diseases. 2010; 20(8):608-17. [DOI:10.1016/j.numecd.2009.04.015][PMID]